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Der Gradient in der HPLC

By A Fehlersuche, ACN, Apparatur, Auflösung, Geisterpeaks & negative Peaks, Gradient, Methodentransfer, Monatstipp, Verweilvolumen

Heute: Wie beeinflusst die Mischkammer meine Trennung?

Der Gradient in der HPLC hat wahrlich eine Menge interessanter Aspekte …
Ich greife für die nächsten sechs HPLC-Tipps einen einzigen Aspekt heraus: Was genau können physikalische Parameter beim Gradienten bewirken? Und: Was ist dabei anders im Vergleich zu isokratischen Trennungen? Unter „physikalische“ Parameter sind folgende gemeint, die wir uns heute und in den nächsten HPLC-Tipps näher anschauen werden:

  • Mischkammer
  • Totvolumen bzw. Verweil- oder Verzögerungsvolumen
  • Säulendimensionierung und Kapillarlänge
  • Fluss
  • Teilchengröße

Heute geht es um die Mischkammer: Volumen sowie Geometrie/Design

Zusammenfassung:
Das Volumen aber auch die Geometrie/Design der Mischkammer (Mischer, Mischventil) können einiges beeinflussen: Rauschen und „Buckel“ in der Basislinie, Retentionszeit, Auflösung, Anzahl der Peaks, Auftauchen von Geisterpeaks.

Mischkammer-Volumen und Rauschen

Ein größeres Mischkammer-Volumen führt in der Regel zu einer besseren Durchmischung der Lösungsmittel und folglich zu einem geringeren Rauschen. Das macht sich vor allem in folgenden Fällen bemerkbar: Bei niedrigen Wellenlängen, bei quaternären Pumpen (Niederdruck-Gradient) und bei komplexen Eluenten, die beispielsweise Modifier enthalten (z. B. IP-RP für Oligos). In Abbildung 1 wird das Rauschen bei einer 35 µl- vs. 135 µl- und in Abbildung 2 das Rauschen bei einer 50 µl- vs. 340 µl-Mischkammer gezeigt

Abbildung 1
Basislinie bei einer 35 µl- und einer 135 µl-Mischkammer

Abbildung 2
Basislinie bei einer 50 µl- und einer 340 µl-Mischkammer

Mischkammer-Volumen und Auflösung

Durch ein verändertes Volumen der Mischkammer ändert sich das Verweilvolumen (Volumen von der Mischkammer bis zum Säulenkopf). Und dies hat einen Einfluss auf viele Sachen, u. a. auf die Auflösung. Und weil der Gradient eben recht „tricky“ ist, leider nicht immer einheitlich. In Abbildung 3 wird die Trennung mit einer 1,7 ml-Mischkammer gezeigt: Die Trennung im vorderen Bereich des Chromatogramms ist einigermaßen OK, der Hauptpeak bei ca. 4,6 min sieht ordentlich aus. Bei Verwendung einer 2,6 ml-Mischkammer (Abbildung 4) ist die Trennung zwar vorne schlechter, dafür erscheinen beim Hauptpeak Verunreinigungen, es ergibt sich also just dort eine Verbesserung der Auflösung. Die Peakform von Peak 1 und 2 bleibt in beiden Fällen unverändert.


Abbildung 3
Trennung mit einer 1,7 ml-Mischkammer, Details, siehe Text

 

Abbildung 4
Trennung mit einer 2,6 ml-Mischkammer, Details, siehe Text

Mischkammer-Volumen und Design

Wichtig ist nicht lediglich das Volumen der Mischkammer, sondern auch das Design. Abbildung 5 zeigt eine Trennung mit der Original-400 µl-Mischkammer von Agilent, Abbildung 6 mit einer 10 µl „Lee-Mischkammer“. Obwohl im zweiten Fall das Volumen um Faktor 40 kleiner ist, wird eine nur minimal schlechtere Auflösung im vorderen Teil des Chromatogramms beobachtet. Das heißt: Behalte im Blick nicht nur das Volumen der Mischkammer, ein ausgeklügeltes Design ist mindestens so wichtig für eine homogene Durchmischung der Lösungsmittel: Eine kleine „Säule“ mit Glaskugeln, ein Mischer aus Siebteilchen, ein „Würfel“ mit irregulären Metallstäbchen usw. Übrigens: Das Design entscheidet auch, inwieweit Polymere am Eingang zur Mischkammer entstehen, falls rein ACN gefördert wird; ob also „Buckel“ in der Basislinie erscheinen und ob sich evtl. Druckschwankungen ergeben.

 

Abbildung 5
Auflösung bei Verwendung einer Agilent-400 µl-Mischkammer, Details, siehe Text

Abbildung 6
Auflösung bei Verwendung einer 10 µl-„Lee-Mischkammer“, Details, siehe Text

Mischkammer-Volumen und Retentioszeit, Anzahl der Peaks, Geisterpeaks

In Abbildung 7 wird ein schönes Beispiel von Jürgen Maier-Rosenkranz gezeigt: Zunächst der programmierte Gradient, ferner der tatsächlich resultierende, einmal mit einer 1 ml- und einmal mit einer 2 ml-Mischkammer.

Abbildung 7
Programmierter und tatsächlicher Gradient mit einer 1 ml- bzw. 2 ml-Mischkammer, Details, siehe Text

 

Nachfolgend zusammengefasst, erstens was passiert und zweitens was dies in der Praxis bedeutet:
– Die vorgesehene (programmierte) Spülzeit von 2 min findet aufgrund der
Verzögerung des Gradienten durch das Volumen der Mischkammer gar nicht statt.
Die Säule wird am Ende des Gradienten demnach gar nicht gespült
– Geringere Elutionskraft am Ende des Gradienten; mit der 1 ml-Mischkammer,
ca. 97 % B und mit der 2 ml-Mischkammer ca. 85 % B; es könnte also passieren,
dass dadurch nicht alle Verunreinigungen von der stationären Phase herunter
gespült werden
– Kürzere Equlibrierzeit als die vorgesehene von 7 min: Mit der 1ml-
Mischkammer nur ca. 2,5 min bzw. überhaupt keine Equlibrierzeit im Falle der
2 ml-Mischkammer. Das bedeutet, die nächste Injektion erfolgt, bevor die
Säule im Gleichgewicht gewesen ist.

Merke somit: Bei sonst gleichen Anlagen aber unterschiedlichen Mischkammern müsste man/frau u. U. mit folgendem rechnen – neben einer Veränderung der Auflösung und Unterschieden in der Basislinie/im Rauschen: Verschiebung der Retentionszeit, mehr Peaks, Erscheinen von Peaks beim nächsten Lauf.

Die kleine Frage zur Validierung …

By Allgemein, Jahrestipps, Nachweisgrenze

„Die Kalibrierung wird bei uns nicht von allen gleich durchgeführt. Wir alle erreichen aber meistens einen Korrelationskoeffizient von r = 0,999. Ist dann alles in Ordnung? Oder kann es sein, dass unsere Kalibrierungen doch nicht alle gleich „gut“ sind?“ Vorbemerkung: Der Korrelationskoeffizient – aber auch das Bestimmtheitsmaß, r2, – ist kein wirklich gutes, oder sagen wir, eher kein besonders aussagekräftiges Kriterium für die Güte einer kalibrierfähigen Methode. Damit werden wir uns jedoch in einem zukünftigen Tipp näher beschäftigen. Wenden wir uns jetzt der Frage zu: Sollte man/frau bei einem Korrelationskoeffizienten von r = 0,999 sich doch Gedanken machen? Oh ja, denn es sind ja unterschiedliche Praxen zur Aufnahme von Kalibriergeraden denkbar. Und: Diese unterschiedlichen Vorgehensweisen haben kaum einen Einfluss auf den Wert des erhaltenen Korrelationskoeffizienten, zwei bis drei „9“ sind fast immer „drin“. Somit sagen gleiche/ähnliche Werte für r/r2 nichts über die „Qualität“ von Kalibrierungen aus, wenn die entsprechenden Kalibriergeraden anders aufgenommen worden sind. Nachfolgend einige Praxen, die statistisch/analytisch nicht in Ordnung sind, aber dennoch problemlos gute Werte für r/r2 liefern können. Merke: Bei Nicht-Äquidistanz (siehe weiter unten) kann sich sogar ein besserer Korrelationskoeffizient ergeben als die Methode eigentlich hergibt! Keine äquidistante (gleichmäßige) Abstände der Konzentrationsniveaus, hier einige häufig verwendete…

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Die kleine Frage zur Validierung …

By Allgemein, Jahrestipps

Unser Kunde sagte: „Ich brauche für meinen Kunden eine Methode mit einer guten Präzision und ohne Ausreißer – alles andere interessiert mich nicht.“ Dieser Kunde ist wichtig, hat keine Ahnung und wir wollen ihn zufrieden stellen. Wie machen wir das?“ Zusammenfassung: Gute Präzision? So klappt´s: Hervorragende Werte für die Präzision werden bekannterweise durch eine große Anzahl an Werten erreicht; ferner auch, wenn Messpräzision (Streuung der Werte bedingt lediglich durch das Gerät) statt Methodenpräzision ermittelt wird. Noch „krasser“: Keine Injektion aus sechs vials mit je einer Standardlösung, sondern sechs (drei) Wiederholinjektionen aus einem vial. Sind Ausreißer vorhanden? So sind keine zu befürchten: Es sollte als Ausreißertest natürlich der Dixon-Test verwendet werden a) Kleine Anzahl an Werten: Egal wie stark ein Wert abweicht, wird er kaum als Ausreißer zu deklarieren sein b) Starke Streuung der Werte – keine Probleme c) Große Anzahl an Werten (mehr als sechs); da der Dixon-Test hier ungeeignet ist, sind auch hier kaum Ausreißer zu „befürchten“ Die Story: Anfang des Jahres hat manch eine(r) gute Vorsätze für das neue Jahr; einige wollen vielleicht gar „bessere“ Menschen werden. Lasst uns dennoch für einen Moment ein raffiniertes, böses Teufelchen spielen und uns überlegen, wie man einen Unwissenden begeistern kann. Neben…

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Kann ChatGPT mittlerweile „besser“ HPLC? Und wie ist es mit Google oder Perplexity?

By Allgemein, Bodenzahl, Z - Sonstiges (Weihnachtsgeschichten, Peaky & Chromy, Kreuzworträtsel, ...)

Zusammenfassung Vor zwei Jahren habe ich ChatGPT Wissensfragen zu HPLC gestellt. Viele Antworten waren richtig, es gab aber auch frappierend falsche Antworten. Die gleichen Fragen habe ich jetzt wieder gestellt, Ergebnis: Bezahlversion ChatGPT; bei klaren Vorgaben („Bitte antworte nach wissenschaftlichen Standards, für ein Fachpublikum und hab´ ein besonderes Augenmerk auf den Praxisbezug im Labor“) gab erstens viel mehr Antworten und zweitens alle bis auf zwei – siehe weiter unten – waren richtig und hilfreich. Kostenlose Version, Google, Perplexity: Wesentlich kleinere Anzahl von (richtigen) Antworten, daneben auch völlig inhaltslose Aussagen. Schließlich: Je spezifischer die Frage (z. B. Probleme bei OPA-Derivatisierung), umso spezifischer – wenn auch nicht immer treffsicher – die Antworten. Das gilt für alle hier erwähnten Tools. Die Fragen: Retentionszeit und Bodenzahl Eine Frage war: Wie erhöhe ich die Retentionszeit in der RP-HPLC? Lediglich folgende zwei Antworten waren bei der Bezahlversion der ChatGPT falsch bzw. – etwas milder formuliert – ungenau: Bei Halbierung der Flussrate … * „… bleibt die Bodenzahl zunächst ähnlich“ (diese Aussage ist nur für ≤ 1,7 µm-Teilchen und kleine Moleküle weitestgehend wahr) * „… erfolgt keine Änderung der Selektivität“ (das gilt nur für isokratische Trennungen, bei Gradientenläufen kann bei einer Änderung der Flussrate die Selektivität sich…

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Puffer in der RP-HPLC – was sind die wichtigsten Ursachen für mangelnde Reproduzierbarkeit von Retentionszeit und Peakfläche?

By A Fehlersuche, ACN, Eluent, pH-Wert des Eluenten

Zusammenfassung Verschiebung des pH-Wertes; kommt Puffer als „Übeltäter“ infrage, so wären folgende drei Ursachen zu nennen: Falsch gewählter Puffer für den gewünschten pH-Wert, geringe Puffer-Konzentration sowie keine gleiche Konzentration von Säure (Base) und korrespondierendem Salz. In den beiden letzten Fällen ergibt sich ein schwacher Puffer. Die nächsten zwei Punkte stellen zwar keine Fehler im engeren Sinne dar, sie sind dennoch Ursachen für mangelnde Reproduzierbarkeit: Verschiebung des pH-Wertes nach Zugabe des organischen Lösungsmittels und Änderung der Pufferstärke während eines Gradientenlaufs. Der Fall Sie übernehmen eine RP-HPLC-Methode, z.B. aus der Literatur, vom Kunden, von den Kollegen aus der Methodenentwicklung. Sie sind sicher, dass Sie keinen Fehler beim Ansetzen der mobilen Phase machen. Dennoch gibt es immer wieder Probleme mit schwankenden Retentionszeiten und/oder Peakflächen. Sie messen den pH-Wert des frischen Eluenten, dann wieder nach ca. 2-3 Stunden und auch den pH-Wert des Eluats (das, was von der Säule herauskommt). Sie erhalten unterschiedliche Werte, also bleibt der pH-Wert nicht konstant. Ergo: Der verwendete Puffer macht keinen guten „Job“. Wann ist dies der Fall? Die Lösung Nachfolgend die wichtigsten Ursachen: 1. Der verwendete Puffer ist zu schwach: Je geringer die Konzentration, desto kleiner der pH-Wert-Bereich, in dem der Puffer für einen konstanten pH-Wert sorgen kann,…

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Die kleine Frage zur Validierung

By Allgemein, Variationskoeffizient (Vk), Z - Sonstiges (Weihnachtsgeschichten, Peaky & Chromy, Kreuzworträtsel, ...)

„Wir erreichen den geforderten VK nicht. Der Kunde will aber nicht, dass wir an der Methode etwas ändern, was können wir tun?“ Antwort: Einfach mehr Messwerte erzeugen; das klingt einfach, ist es auch, es funktioniert, ist oft das kleinste Übel und manchmal die beste und einzige Möglichkeit, „legal“ den VK (Variationskoeffizient/relative Standardabweichung, engl.: Relative Standard Deviation, RSD) „runterzudrücken“. Erläuterung: Die Standardabweichung ist ein Maß für die Präzision, je kleiner die relative Standardabweichung (RSD: Standardabweichung bezogen auf den Mittelwert), umso präziser die Methode. Wenn ich einen Wert erzeuge, ist die Standardabweichung 1, bei vier Werten ist sie 0,5 usw., siehe in der Abbildung die Abnahme der Standardabweichung mit der Anzahl der Messwerte. Irgendwann lohnt sich der Aufwand allerdings nicht: Ob 20 oder 25 Messwerte – das macht beim VK kaum was aus. Aus der Abbildung wird ebenfalls ersichtlich, warum in der Analytik die Anzahl der Werte oft zwischen ca. 6 und 10 liegt: Das ist ein vernünftiger Kompromiss zwischen Aufwand und kleinem VK. Wann sind ca. 10 Werte angebracht? Im Falle einer komplexen Matrix (z. B. biologische Matrix, Lebensmittel-/Umwelt-Probe), da hier die Messwerte erfahrungsgemäß recht stark streuen. Oder auch wenn durch die Probenvorbereitung die Werte ebenfalls stark streuen können, z. B….

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Die kleine Frage zur Validierung …

By Allgemein, Einstellparameter, Nachweisgrenze

„Wir haben bei der Bestimmung vom LOQ starke Schwankungen. Auch an unterschiedlichen Geräten und mit neuen Säulen. Woran kann das liegen? Als LOQ-Kriterium haben wir wie üblich ein S/N-Verhältnis von 10:1.“ Antwort: Die Erfahrung zeigt, dass hier mit recht großen Integrationsfehlern zu rechnen ist. Wir konnten zeigen (s. Infos am Ende des Beitrages), dass kaum eine kommerzielle Software in der Lage ist, bei automatischer Integration und einem S/N-Verhältnis von 10:1 so zu integrieren, dass der Fehler – bei optimalen (!) Bedingungen (BL-Trennung, kaum Drift usw.) – nicht mindestens 5-10 % beträgt. Siehe dazu weiter unten die Werte in der Tabelle für den ersten, kleinen Peak (oben): In den grau schraffierten Feldern befinden sich Werte mit einer Abweichung von mehr als 1 % vom richtigen Wert, bedingt durch eine fehlerhafte Integration.   Einige Kommentare und Erläuterungen zu den Werten der Tabelle: Die verwendeten Einstellparameter („Settings“) wie Dwell-Time, Time Constant, Sample Rate usw. können – vor allem bei kleinen Peaks – die Integration beeinflussen. So ist beispielsweise die Abweichung vom richtigen Wert beim ersten Peak bei einem Threshold-Wert von 50 12,50 %, bei einem Threshold-Wert von 100 17,78 % (EZChrom) Bei einigen Software-Programmen können unterschiedliche Integrationsalgorithmen angewandt werden. Die erhaltenen Ergebnisse können…

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Die kleine Frage zur Validierung …

By Allgemein, Nachweisgrenze

„Validierung ist aufwendig und teuer; was ist das Minimum an Validierung, was wir machen müssen?“ Zwei Vorbemerkungen Vor einer Antwort halten wir wie folgt fest: 1. Es gibt viele Definitionen zur Validierung, eine davon lautet: „Das Ziel bei der Validierung einer analytischen Methode ist zu zeigen, dass sie für den beabsichtigten Zweck geeignet ist.“ 2. Validierung ist – anders als z. B. GLP – kein Gesetz. Es gibt demnach de jure keine offizielle Stelle, die bzgl. Umfangs, Validierungstiefe, Durchführung, Revalidierungbedarfs etc. gesetzlich bindende Vorgaben macht. Somit jetzt schon einige Schlussfolgerungen: Validierung ist demnach etwas recht Individuelles: Um was geht es in einem aktuellen Fall eigentlich? Muss ich eher formale Sachen beachten, muss also eine wichtige Person/Organisation lediglich „nicken“? Oder stehen analytische Gesichtspunkte im Vordergrund, die notwendiger-/sinnvollerweise zu beachten sind? Sehr wohl ergibt sich häufig de facto aus bestimmten Zwängen/Gegebenheiten genau „was“, „wie“, und „wieviel“ an Validierung zu tun ist. Wenn ich diese Vorgaben missachte, bekomme ich beispielsweise keine Zulassung für mein Produkt bzw. kann ich besagte Methode gar nicht anwenden. Wenn ich solchen Zwängen nicht unterliege, kann ich selbst denken und dem „beabsichtigten Zweck“ gemäß handeln. Das heißt, ich suche aus der „Validierungsklaviatur“ (Richtigkeit, Präzision, Linearität, Robustheit etc.) diejenigen Validierungsparameter…

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Ist dieser HPLC-Peak „sauber“? Das Nonplusultra zur Überprüfung der Peakhomogenität: Multidetektion und 2D-Chromatographie

By B Optimierung, Chromatogramm, Detektor, LC-MS-Kopplung, Optimierung

Zusammenfassung Multidetektion und insbesondere 2D-Chromatographie sind die besten Tools, um Peakhomogenitäten zu überprüfen bzw. mittels letzterer die Auflösung zu verbessern. Der Aufwand jedoch bei der Etablierung einer 2D-HPLC sollte nicht unterschätzt werden. Ferner sind zwei Nachteile bei 2D-Anwendungen zu nennen: Mangelnde Robustheit und Verlust an Empfindlichkeit. Der Fall Beim letzten HPLC-Tipp haben wir uns den orthogonalen Test angeschaut: Eine gänzlich andere Säule und/oder ein gänzlich anderer Eluent sind sehr hilfreich, um die Peakhomogenität (Peakreinheit) zu überprüfen. Heute geht es um die in diesem Zusammenhang vermutlich zwei besten Tools: Stufe 1, recht einfach: Einsatz eines zweiten/dritten Detektors; Multidetektion ist mittlerweile in vielen Laboren eine Selbstverständlichkeit Stufe 2, recht aufwendig: „2D“ (2-dimensionale Chromatographie) anwenden; 3D gibt es zwar auch schon seit jeher – aber lassen wir es hier lieber … Was hat denn beides auf sich? Die Lösung Multidetektion Ein zweiter/dritter Detektor in Serie kann erstens Peaks detektieren, die bei Verwendung nur eines Detektors unsichtbar bleiben und zweitens Peaks, die schlecht abgetrennt sind, wenigstens als solche erkennen. In Abb. 1 wird die Verunreinigung bei 6,72 min nur mit MS (ESI-Positiv), jedoch nicht mit DAD erkannt (oberes Bild). Im ESI-Negativ-Modus (unteres Bild) ist zwar das Signal bei 6,72 min wesentlich größer, dafür fehlt…

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Ist dieser HPLC-Peak „sauber“? Der orthogonale Test: Bester Test bzgl. Nutzen/Aufwand-Verhältnisses zur Prüfung der Peakhomogenität

By ACN, Allgemein, Chromatogramm, Eluent, Lösungsmittel, Optimierung, Säule, Säulenauswahl, Stationäre Phase, Veränderung des Chromatogramms

Zusammenfassung: Orthogonaler Text: Verwende eine „ganz“ andere Säule (z. B. statt einer C18 nun eine PFP oder eine Mixed Mode) und/oder einen anderen Eluenten (mobile Phase statt mit ACN nun mit MeOH) und injiziere erneut. Ähnliche Substanzen gehen wahrscheinlich (etwas) andere Wechselwirkungen mit der stationären Phase ein. Somit offenbart sich, dass ein symmetrischer Peak evtl. doch nicht homogen ist. Der Fall In den letzten zwei HPLC-Tipps haben wir folgendes gesehen: Eine Änderung von Einstellparametern („Settings“) sowie „Manipulationen“ der Probelösung stellen schnelle Möglichkeiten dar, die Peakhomogenität zu prüfen. Heute geht es um den orthogonalen Test. Was ist das und was „bringt“ er? Die Lösung Am Ende einer Methodenentwicklung kommt häufig die Frage auf: „Habe ich alle Peaks trennen können, oder liegt womöglich irgendwo im Chromatogramm doch eine Koelution vor“? Jetzt kommt der orthogonale Test ins Spiel – die Idee dahinter: Man verwende eine völlig andere stationäre Phase oder einen anderen Eluenten und injiziert erneut. Es ist ziemlich unwahrscheinlich, dass zwei oder drei Komponenten bei Verwendung zweier gänzlich (!) unterschiedlichen Säulen bzw. Eluenten in beiden Fällen völlig gleich starke Wechselwirkungen mit der stationären Phase eingehen. Wenn nun mit einem Eluenten an zwei unterschiedlichen Säulen oder mit zwei unterschiedlichen Eluenten an einer Säule…

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